CARACTERIZACIÓN
DE MICROORGANISMOS BENÉFICOS
PARA EL CONTROL BIOLÓGICO DE PATÓGENOS DE ARROZ1
Rito Herrera[1];
Martha de Von Chong[2];
Alexis Artola[3];
Jhoel Tuñón[4];
Alex
Cruz[5];
Víctor Camargo[6];
Felipe González[7];
Fermín Mejía[8]
RESUMEN
Se desarrolló la prospección, identificación
y caracterización de microorganismos antagonistas contra patógenos en la
rizósfera, filósfera y espermósfera en plantas de arroz en Panamá. Para ello,
se tomaron muestras de estas tres secciones de la variedad de arroz GAB 8 (Oryza sativa), en una parcela bajo la
modalidad de agricultura orgánica. Se aislaron hongos y bacterias
determinándose diferencias en el total de aislamientos para las variables fases
fenológicas (vegetativa, floración, maduración), secciones de la rizósfera
(sección suelo, sección raíz, interfase suelo + raíz), secciones de la
filósfera (base, centro, ápice) y semillas (espermósfera). Se evaluó la
capacidad antagónica de las bacterias y hongos ante la bacteria fitopatógena Burkholderia glumae y el hongo Pyricularia oryzae. La mayor capacidad
inhibitoria frente a B. glumae la
presentaron las cepas del género Bacillus,
así como Lactobacillus plantarum,
Brevibacillus bortelensis, y Aeromonas sp. Las cepas fúngicas que mostraron actividad antagónica contra P. oryzae, corresponden a Aspergillus flavus, Aspergillus niger,
Aspergillus sp, Penicillium sp, Trichoderma sp. y Fusarium sp.
Palabras claves: Antagonismo, espermatósfera, filósfera, hongos
y bacterias, rizósfera.
CHARACTERIZATION OF BENEFICIAL MICROORGANISMS
FOR THE BIOLOGICAL CONTROL OF RICE PATHOGENS
ABSTRACT
Prospection, identification and
characterization of antagonistic microorganisms against pathogens in the
rhizosphere, phyllosphere and espermosphere in rice plants in Panama was
developed. For this, samples were taken from these three sections of a variety
GAB 8 (Oryza sativa), in a plot under
the modality of organic agriculture. Fungi and bacteria were isolated
determining differences in the total of isolates for phenological phases variable
(vegetative, flowering, maturation), sections of the rhizosphere (soil section,
root section, soil + root interphase), sections of the phyllosphere (base,
center, apex) and seeds (espermosphere). The antagonistic capacity of bacteria
and fungi was evaluated against the phytopathogenic bacterium Burkholderia glumae and the fungus Pyricularia oryzae. The highest inhibitory capacity against B. glumae was observed in strains of the
genus Bacillus, as well as Lactobacillus plantarum, Brevibacillus bortelensis and Aeromonas sp. The fungal strains that
showed antagonistic activity against P.
oryzae, correspond to Aspergillus
flavus, Aspergillus niger, Aspergillus sp., Penicillium sp., Trichoderma sp. and Fusarium sp.
Key
words: Antagonistic, espermosphere, phyllosphere, fungi and bacteria, rhizosphere.
INTRODUCCIÓN
Panamá es el mayor
consumidor de arroz en América Central (68 kg/persona) según la Organización de las Naciones
Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO, 2018), siendo uno de los alimentos
indispensables en la dieta de la población. En consecuencia, su producción
tiene una gran importancia a nivel social, político, económico y principalmente
en lo relacionado con la seguridad alimentaria del país (Instituto
Interamericano de Cooperación para la Agricultura [IICA], 2009).
En el cultivo de arroz las
enfermedades de origen microbiano constituyen uno de los factores que inciden
en el bajo rendimiento y esas enfermedades pueden ser provocadas por diversos
microorganismos como hongos, bacterias y virus (Acebo
et al., 2011). El Añublo bacteriano de la panícula del arroz, provocado
por Burkholderia glumae es una de
ellas, adquiriendo gran importancia en los últimos años. Otro patógeno de alta
incidencia en el cultivo de arroz es el hongo Pyricularia oryzae, considerado
uno de los fitopatógenos de mayor importancia. Ambas enfermedades fueron
consideradas en esta investigación, por el hecho de provocar disminución en la
calidad del grano, bajo rendimiento, agresividad en campo, lo que se traduce en
pérdidas económicas, afectando la producción.
El añublo bacterial de la
panícula del arroz es una enfermedad que causa pudrición de granos y plántulas
de arroz, causada por la Burkholderia
glumae que habita en el suelo y que puede vivir en cultivos de tomate, ají,
berenjena y ajonjolí y en varias malezas asociadas al cultivo de arroz. Las
lesiones causadas por diferentes insectos y condiciones de estrés facilitan la
penetración de esta bacteria, también puede hacerlo por los hidátodos, que son
estomas localizados en el envés y los bordes de sus hojas (Correa, 2007). Esta
enfermedad se manifiesta en la etapa de floración y provoca infertilidad con
decoloración y manchado de la gluma en desarrollo, debido a la producción de la
toxoflavina (Valdez-Núñez et al., 2020).
Este patógeno se transmite
por la semilla, flores, hojas y residuos de cosecha. Puede vivir en las raíces
del arroz sin mostrar síntomas y durante el hinchamiento de la panícula crece
en los tallos y hojas. El período crítico de la infección es durante la
emergencia de la panícula y la floración. Se multiplica rápido en las panículas
e infecta las espiguillas una vez que estas emergen. El daño lo causa el
taponamiento de los haces vasculares de la planta causado por la producción de
la toxoflavina, una toxina que es sintetizada por la bacteria a temperaturas de
30° a 37° C (Degrassi et al.,
2008).
El hongo P. oryzae tiene un ciclo de vida
corto en la planta y, por tanto, múltiples infecciones se pueden llevar a cabo
en un campo infectado por este patógeno. El hongo penetra por la hoja gracias a
una estructura de forma semiesférica denominada apresorio. Debido a una gran presión (aproximadamente 8
MPa) ejercida sobre la superficie de la hoja, el hongo es capaz de penetrar en
la planta. Una vez dentro crece de una manera biotrófica, es decir, sin afectar
demasiado al crecimiento de la planta y sin matar a las células vegetales. Al
cabo de unos tres días, los efectos del hongo sobre la hoja comienzan a ser
visibles y a generar lesiones debido a la necrosis o muerte de las células de
la hoja. En ese punto, el hongo empieza a matar a la planta
En las últimas
décadas, el control biológico de plagas y enfermedades en la agricultura ha
adquirido gran importancia frente a los problemas fitosanitarios ocurridos por
el uso indiscriminado de plaguicidas químicos, lo cual ha traído como
consecuencia severos problemas de contaminación al medio ambiente y ha
aumentado la resistencia de fitopatógenos, incrementando su virulencia (Quesada y García, 2014).
La rizósfera,
gracias a su ambiente rico en energía y nutrientes, alberga grandes poblaciones
de la mayor parte de los grupos de microorganismos del suelo. Estudios
demuestran que la flora microbiana encontrada en esta puede desempeñar una
acción antagónica contra fitopatógenos (Jaramillo,
2002).
La filósfera es considerada
como adversa para la colonización de organismos, pues no existe allí una fuente
rica en nutrientes (Leveau y Lindow, 2001). Las
comunidades microbianas de este espacio son diversas e incluyen microorganismos
que pueden encontrarse como epífitos en la superficie de la planta o endófitos
dentro de los tejidos de ésta (Lindow y Brandl, 2003).
La espermósfera es una zona
de influencia de la semilla en germinación que produce exudados estimulantes o
inhibidores de la actividad y/o crecimiento (Chanway et al., 1991) de las poblaciones autóctonas del suelo (García et
al., 1995). Luego, cuando la planta desarrolla el sistema radical (rizósfera),
continúa con la producción de sustancias para mantener las interacciones con la
población microbiana que originalmente colonizó la semilla al germinar (Heijnen
y Van Veen, 1991) como en la simbiosis Rhizobium-leguminosas (Newman, 1985).
MATERIALES Y MÉTODOS
La
colecta de las muestras se realizó en la provincia de Coclé, República de
Panamá, próximo a las coordenadas UTM (Datum WGS84) 591361,06 m E; 943492,23 m
N. En campo se tomaron muestras de suelo para el análisis fisicoquímico
(Villarreal y Name, 1996). El muestreo se efectuó en
una parcela de 10 m2 con arroz la variedad Gab-8 durante tres
estados fenológicos (vegetativa, floración y fructificación).
El sitio fue seleccionado para la
bioprospección de microorganismos debido a que no estaba sometido a los efectos
de los agroquímicos.
Rizósfera
Aislamiento de bacterias rizosféricas
De
cada una de las plantas colectadas se separó la zona rizosférica, dividiendo en
tres secciones, la
exorrizosfera o suelo rizosférico (S), la raíz que involucra tanto la
endorizosfera y rizoplano (R) y una mezcla de suelo rizósférico con raíces
(S+R). De cada sección se pesaron 30 g de la muestra, para luego homogenizar en
100 ml de agua peptonada. Las suspensiones
fueron colocadas en un homogenizador seward® a 200 RPM por 1 min. Para las bacterias se realizaron diluciones
seriadas de 10-1 hasta 10-7 para cada una de las
secciones de la rizósfera (homogenizadas en
agua peptonada). Se agregaron 0,7 ml de cada dilución en agar tripticasa soya
(TSA) (Alpha Biosciences®) y se incubaron a 28° C durante 24 h. Luego de la
incubación se realizó el aislamiento de las colonias bacterianas en cada
dilución (Benítez et al.,
2007).
Hongos rizosféricos
De
manera similar que en las bacterias rizosféricas, se realizaron diluciones seriadas y agregándose
0,7 ml a partir de la muestra de 30 g tomados de cada una de las secciones de
la rizosfera de cada dilución en agar papa dextrosa (PDA) (Alpha Biosciences®)
(Benítez et al., 2007). La
siembra se realizó por triplicado, incubando a temperatura ambiente y alternando 16 horas de luz y 8 horas de
oscuridad.
Filósfera
Aislamiento de bacterias epifíticas
La metodología desarrollada
para el aislamiento de las bacterias epifíticas (Lindow y Brandl, 2003), se
realizó en las secciones del ápice, zona media y basal de las hojas colectadas.
Se efectuó la desinfección superficial con agua por 5 min. para eliminar todos
los residuos de suelo. Seguido, a cada
sección se le agregó 10 ml de agua peptonada y se homogenizó durante 1 min a
200 rpm (Stomacher Seward®). A partir de la solución en agua peptonada, se
prepararon diluciones seriadas (10-1 a 10-7) de cada
sección foliar (apical, media y basal) (Ávila et al.,
2014), de las cuales se tomaron alícuotas y se inocularon en agar
tripticasa soya (TSA) para el aislamiento de bacterias totales, y se incubaron
a 28° C por 72 horas.
Aislamiento de hongos endófitos
Para el aislamiento de hongos endofíticos, se seleccionó hojas sanas y
cada sección de la hoja fue cortada en cuadrados de 2x2 mm, las secciones de
tejido vegetal se colocaron en agar
papa dextrosa (PDA), se incubaron a 28° C (Schulz et al., 2002),
expuestos a 16 horas luz y 8 horas de oscuridad. A medida que se iba observando
crecimiento fúngico, se tomaron puntos de hifas para realizar microcultivos,
para luego su identificación taxonómica.
Espermósfera
Aislamiento
de bacterias y hongos
Para
el aislamiento de bacterias y hongos en la semilla, se pesaron 100 g de
semillas de arroz a los que se les agregó 200 ml de agua destilada estéril.
Luego, se colocaron en un Stomacher (400 circulator) y se agitaron por 10
minutos. Con el agua decantada se procedió a realizar diluciones seriadas de
1x10-1 a 1x10-7, se hicieron esparcidos en agar
tripticasa soya y agar papa dextrosa, y se incubaron a 30° C por 24 horas.
Pruebas de antagonismo
Las pruebas de antagonismo consistieron en
enfrentamientos duales entre los microorganismos autóctonos aislados de la
rizósfera, filósfera y espermósfera contra los fitopatógenos B. glumae y P. oryzae, con la finalidad de cuantificar la posible inhibición del
crecimiento de los microorganismos patógenos. La prueba de antagonismo in vitro se basó en la metodología de
Alviz et al. (2017) con
modificaciones menores y consistió en enfrentamientos duales entre la cepa de B. glumae y los microorganismos
aislados.
Se realizaron
observaciones del crecimiento y formación de halos de inhibición sobre el medio
inoculado con B. glumae el segundo, quinto y octavo día, midiendo el diámetro (mm) de las zonas de inhibición de
crecimiento alrededor de la gota de las cepas bacterianas. La presencia
de halos de inhibición en dos de las tres réplicas fue considerada como una
respuesta cualitativa antagónica entre cepas (Mora-Cristancho
et al., 2009). Se calculó el potencial antagonista, sustrayendo el
diámetro del halo de inhibición del diámetro de la colonia del posible
antagonista (Astorga-Quirós et al., 2014). La
presencia de halos de inhibción ≥ a 4 mm
de diámetro, fueron considerados como antagonistas significativos para los
patógenos evaluados.
Las mediciones para considerar se tomaron en cuenta a partir del tercer,
quinto y octavo día posterior a la siembra, calculando el índice de inhibición:
Donde R1 es el radio mayor
equivale al radio patógeno-testigo y R2 es el radio menor equivale al radio del
patógeno en cultivo dual (Astorga-Quirós et al.,
2014). El criterio seleccionado para determinar el
potencial antagónico según el porcentaje de inhibición fue tomado de Benitez et al. (2007).
Identificación
de microorganismos
Para la identificación de
las bacterias con capacidad antagónica frente a B. glumae, se utilizó el sistema de identificación bioquímica API
(API 20 E y uno de API 50 CH) Biomereux®. Se consideró como antagonista
significativo, aquellas cepas con halo de inhibición ≥ a 4 mm de diámetro. Los
cultivos monospóricos fueron identificados con ayuda de las claves taxonómicas
(Watanabe, 2010).
RESULTADOS
Y DISCUSIÓN
Las muestras de suelo
tomadas para el análisis fisicoquímico revelaron un porcentaje de materia
orgánica 1,04, un pH 5,80 y una composición de arena-limo-arcilla de 70-8-12%,
respectivamente (Cuadro 1). El contenido de materia orgánica es considerado
bajo de acuerdo con los parámetros de Villarreal y Name (1996) para este tipo
de suelo. A pesar de un pH ácido, el contenido de aluminio reportado de 0,40
Cmol/kg y la saturación 4,35 (valores considerados bajos, Villareal y Name,
1996) genera una baja toxicidad y contribuye a que la acidez favorezca la
prevalencia de bacterias del género Bacillus
(Calvo y Zúñiga, 2010) y de los
hongos de los géneros Aspergillus y Penicillium (Kavanagh, 2005).
En las tres secciones
(rizósfera, filósfera y espermósfera) se aislaron un total de 400 bacterias y
180 hongos. De estos aislados se recuperaron 25 bacterias que presentaron
actividad antagonista contra B. glumae
y 11 hongos contra P. oryzae. La presencia de halos de inhibición ≥ a 4 mm de diámetro, fueron considerados como
antagonistas significativos para los patógenos evaluados. En la
rizosfera se obtuvieron 317 aislamientos de bacterias y 10 antagonistas, para
la filosfera 18 aislamientos y 10 antagonistas y en la espermósfera se obtuvo
65 aislamientos y 5 antagonistas (Figura 1).
En relación con los hongos,
en la rizosfera se aislaron 112 y 6 presentaron actividad antagonista, en la
filósfera se obtuvieron 68 aislamientos y 5 antagonistas; a partir de la
espermósfera no se obtuvo aislamientos fúngicos (Figura 2).
En un análisis de
conglomerado se observó que existe una correlación más cercana entre las
bacterias de la espermósfera, los hongos de la filósfera y los hongos de la
rizósfera. Sin embargo, parece no existir una correlación de estos tres antes
mencionados con las bacterias de la rizósfera y muy débil correlación con las
bacterias de la filósfera. (Figura 3).
En
concordancia con lo expuesto por Jaramillo (2002), se aislaron mayor cantidad
de bacterias en la rizósfera, debido a que esta área es rica en nutrientes y
que en el suelo analizado no se aplican agroquímicos, lo cual incrementa su
número, pues los suelos agrícolas que
están sometidos a la mecanización continua, al monocultivo, al riego, a la
aplicación de agroquímicos y fertilizantes de síntesis, a la compactación y a
las quemas, tienen una flora microbiana muy baja que afecta su fertilidad, lo
que tiene un impacto en la obtención de posibles microorganismos antagonistas contra
patógenos.
Mientras tanto
en el área de la espermósfera y filósfera se obtuvieron menos bacterias; lo que
se sustenta en que la espermósfera es una zona de influencia de la semilla que
produce exudados que pueden inhibir la actividad y crecimiento de las
poblaciones autóctonas del suelo (Newman, 1985; García et al., 1995). Luego cuando la planta desarrolla el sistema
radical (rizosfera) se producen sustancias que permiten mantener las
interacciones con la población microbiana que originalmente colonizó la semilla
al germinar (Hiejnen y van Veen, 1991). En la filósfera, las bacterias epífitas
se desarrollan en un ambiente muy hostil, básicamente a expensas de los pocos
nutrientes que exuda la planta (Hajek, 2007).
En la rizósfera se aislaron
en total 317 bacterias a partir de las tres secciones de esta (Exorrizosfera
106, raíz 105 y suelo rizosférico 106) de las cuales 110 corresponden a la fase
vegetativa, 122 a la floración y 85 a la fructificación. Entre las tres secciones de la rizósfera en cuanto al
aislamiento de bacterias, no se observaron diferencias, lo que está en
concordancia con el concepto de rizocenosis, es decir la asociación de las
raíces con los microorganismos del suelo (Jaramillo, 2002), estableciendo que
la zona de la rizósfera brinda las condiciones adecuada para el crecimiento de
los microorganismos, pudiendo establecer una bioprospección efectiva en
cualquiera de las tres partes de la rizósfera. Los principales grupos de
microorganismos son 10 a 100 veces más abundantes en la rizósfera que en el suelo
adyacente, debido a que las sustancias que se producen en ella estimulan su
crecimiento, además la microflora de la rizósfera
protege la raíz contra patógenos del suelo y produce cantidades considerables
de sustancias estimulantes del crecimiento vegetal como ácido indolacético,
giberelinas y citocininas (Jaramillo, 2002).
En cuanto a los estados
fenológicos evaluados no se observaron diferencias significativas entre los
mismos en relación con el número de aislamientos totales, lo que sugiere que
las poblaciones de bacterias del suelo dependen fundamentalmente de la
composición de los mismos, la materia orgánica, el pH, el agua y la
disponibilidad de oxígeno y no parecen guardar relación con la fenología de la
planta, lo que sugiere que, a lo largo del crecimiento de la misma, es posible
aislar bacterias benéficas.
Podemos señalar, que la
presencia de bacterias autóctonas aisladas de la rizósfera del arroz está
influenciada, por los parámetros fisicoquímicos del suelo muestreado. La
parcela evaluada en este trabajo presentó un pH de 5,8 considerado como
moderadamente ácido, sin embargo, permite el desarrollo de bacterias en la rizósfera.
Estudios indican que en
suelos con pH de 5,6 la mayoría de los microorganismos beneficiosos para los
cultivos existen y sus enzimas son activas
(Calvo et al., 2008). Los aislamientos bacterianos derivados de esta
investigación, se ajustan a los resultados obtenidos por Calvo y Zuñiga (2010),
quienes observaron que el 100% de las cepas aisladas de la rizósfera de papa (Solanum tuberosum), a pH 4 y 5,5
crecieron bien, lo que muestra una buena adaptación de las bacterias
rizosféricas a suelos de pH ligera a moderadamente ácidos.
Las diez cepas identificadas reunían las
características de antagonistas al presentar un diámetro de halo de inhibición
mayor o igual a 4 mm (Cuadro 2),
las cuales fueron identificadas taxonómicamente dentro del género
Bacillus, de alta presencia en la rizósfera de
diversos cultivos debido a su capacidad de formación de esporas que le confiere
ventajas de supervivencia en la rizósfera (Calvo y Zúñiga 2010). Se puede deducir, que suelos con un pH
ligera o moderadamente ácido, no limitan la presencia y crecimiento de este
género. Como indican estudios
previos en suelos ácidos, se ha demostrado la presencia activa de especies de Bacillus (Nishijima et al., 2005).
Se puede observar que el predominio y la
distribución del género Bacillus en
los estados fenológicos y las partes de la rizósfera, sugieren la ubicuidad de
esta bacteria para cualquiera de estos sitios (Figura 4 y 5), coincidiendo con
lo descrito para este género en relación con la característica de poseer
mecanismos para asegurar su sobrevivencia ante condiciones físicas
desfavorables. Bajo estas condiciones Bacillus
sp. inicia una serie de respuestas; si estas respuestas fallan para poder
mantenerse en estado vegetativo se induce la esporulación (Petersohn et al.,
2001). La habilidad de las especies de Bacillus
de formar endosporas altamente resistentes les da una ventaja competitiva muy
importante en un ambiente como el suelo (Stephens, 1998), lo que fundamenta su
amplia distribución y garantiza la permanencia en el suelo rizosférico, lo que
se sustenta en su amplia capacidad metabólica.
Las bacterias del género Bacillus
son consideradas las más eficaces
para controlar enfermedades foliares y de las raíces, según Badía
et al. (2011). Dada la diversidad genética en el género Bacillus, tanto en el suelo como en la
rizósfera, se considera a estos microorganismos
como colonizadores eficaces. Los miembros de este género tienen un gran potencial para
su uso en la agricultura. Muchas cepas tienen la capacidad de producir
metabolitos antimicrobianos para el control de patógenos.
El empleo de la rotación de cultivos con alta
producción de residuos posibilita el aumento de la biomasa y una mayor
actividad microbiana. Además, la calidad de los residuos influye sobre su
velocidad de descomposición y sobre la composición de la comunidad microbiana
que actúa en este proceso. De esta forma, sistemas de manejo del suelo con
diferentes métodos de preparación y diferentes cultivos, resultan en ambientes
totalmente distintos. Por esta razón, conociendo que la microbiota afecta
directa e indirectamente la producción agrícola, la evaluación de este
componente del suelo resulta importante para darle al mismo, un manejo adecuado
buscando su conservación y productividad (Villarreal y Name, 2003).
Se realizó un
enfrentamiento dual entre el patógeno B.
glumae y los antagonistas del género Bacillus
sp. y se observó la presencia de un
halo de inhibición superior a 4 mm. Lo que demostró una gran diversidad
de especies del género Bacillus con actividad
antagónica contra diversos microorganismos fitopatógenos de cultivos agrícolas,
tales como maíz, arroz, frutales, entre otros (Villarreal-Delgado
et al., 2018). El estudio de esta capacidad de Bacillus se inició por el descubrimiento
de la actividad insecticida de las proteínas Cry producidas por B. thuringiensis; en la actualidad
diversas especies del género Bacillus (B.
subtilis, B. pumilus, B. amyloliquefaciens y B. licheniformis) son
ampliamente investigadas para mitigar la incidencia de enfermedades de
importancia agrícola.
En relación con los hongos
de la rizósfera, se determinó que no existieron diferencias
significativas entre los estados fenológicos y las secciones de la rizósfera,
en cuanto al número de aislamientos totales de hongos, lo cual coincidió con lo
observado en bacterias, sugiriendo que las condiciones del suelo son el factor
para tomar en cuenta en relación con los aislamientos. Se obtuvieron cinco hongos antagonistas
contra P. oryzae: Aspergillus sp., Aspergillus flavus, Aspergillus niger,
Penicillium y
Trichoderma sp. (este cultivo monospórico presentó el mayor porcentaje de
inhibición de crecimiento radial, 56,87%). En promedio las cepas del género Trichoderma inhibieron el crecimiento de
P. oryzae (Figura 6) en un 60% a los
8 días de observación. Según Pérez et al. (2018) el antagonismo de Trichoderma harzianum sobre
Pyricularia grisea, a las 96
h la cepa alcanzó un PICR del hongo fitopatógeno de 93,1 % y a partir de las
120 h se alcanzó un 100% de capacidad antagónica.
|
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Se puede inferir que los
mecanismos de acción de las cepas de Trichoderma
spp., aisladas de la rizósfera del
arroz son por competencia y micoparasitismo, posiblemente al aprovechar los
nutrientes del medio de cultivo más eficientemente por contar con una velocidad
de crecimiento mayor. De acuerdo con Infante et al. (2009), señalan que Trichoderma está
biológicamente adaptado para una colonización agresiva de los sustratos y en
condiciones adversas para sobrevivir, fundamentalmente, en forma de
clamidosporas.
La alta velocidad de
crecimiento, abundante esporulación y la amplia gama de sustratos sobre los que
puede crecer, debido a la riqueza de enzimas que posee, hacen que sea muy
eficiente como saprófito y aún más como agente de control biológico. Este hongo
prevaleció en fase fenológica de maduración, sobre los otros hongos
antagonistas aislados (fase de floración) no hubo aislamientos de hongos
antagonistas contra P. oryzae en la
fase fenológica vegetativa (Figura 7). Lo cual pudiera explicarse tomando en cuenta
que en la etapa de vegetativa predomina la presencia de follaje, lo cual no es
ambiente propicio para la presencia de hongos, esto explica el ataque de P. oryzae después de los 40 días (inicio
del primordio floral para variedades de ciclo corto) lo cual implica que los
antagonistas al igual que el patógeno incrementan su presencia después de estos
40 días (fase de floración y fructificación), aquí también juegan un papel
importante las condiciones ambientales (Cruz et al., 2016).
En cuanto a la distribución
de los antagonistas en las diferentes secciones de la rizósfera, se presentó
una prevalencia de A. niger, A. flavus
y Penicillium sp. en la parte de
suelo+raíz, mientras que en el suelo rizósferico predominó Trichoderma sp. y Aspergillus
sp. Las especies de Trichoderma tienen la particularidad de
que crecen cerca de las raíces de las plantas y las protegen contra el ataque
de otros hongos, siendo sus hifas una barrera una física e incluso son
micoparásitos importantes. En el caso de Penicillium
produce antibioticos que protegen la naranja (Helyer et al., 2014) y brindan protección contra el patógeno foliar Botrytis cinerea (Hajek, 2007). En
cuanto al género Aspergillus se ha
reportado su actividad antagonista contra Moniliophthora
roreri (Suarez y Rangel, 2013).
Es interesante destacar que
el género Bacillus sp. es clave en la
protección contra B. glumae en los
tres estados fenológicos de la planta de arroz (predominante en la fase
vegetativa), mientras que en la fase de floración y fructificación brindan
protección tanto hongos como bacterias antagonistas contra B. glumae y P. oryzae, respectivamente
(Figura 8). El género Bacillus, es
muy útil como control biológico aplicado al suelo o añadido durante el
trasplante y es capaz de suprimir tanto en la raíz como en el suelo a patógenos
tales como: Fusarium, Pythium,
Rhizoctonia y Sclerotinia sp. e incluso se puede aplicar
directamente a la semilla para protegerla de patógenos del suelo como Fusarium y Rhizoctonia (Helyer et al., 2014).
En la filósfera, se
lograron aislar 10 bacterias antagonistas contra B. glumae, todas del género Bacillus
sp. (ver tabla 3), el cual ha sido reportado como controlador biológico y como
supresor de varios fitopatógenos foliares entre ellos Botrytis sp., así como de otros hongos (Helyer et al., 2014).
En cuanto a los hongos
antagonistas contra P. oryzae,
aislados de la filósfera, se lograron obtener cinco aislamientos (Cuadro 4). La
distribución de los hongos antagonistas ha comprendido los tres estados
fenológicos de la planta, de igual se presentaron antagonistas fúngicos en
todas las partes de la hoja de arroz. Sin embargo, hay que señalar que la
temperatura de la hoja puede alterar tanto incidencia como la abundancia de
hongos, incluyendo a los potenciales patógenos (Cordier et al., 2012), lo cual es un factor clave para la distribución
de los posibles antagonistas.
En relación, a la
espermósfera se aislaron cinco bacterias con actividad antagonista contra B. glumae: Bacillus pumillus, Bacillus licheniformis, Brevibacillus bortelensis,
Bacillus subtilis y Aeromonas hidrofila. Interesantemente se presentó un
predominio del género Bacillus sp. Una vez más el género Bacillus, domina el microambiente de la
espermósfera, lo que concuerda con lo señalado por Berg et al., 2014 en relación con su predominancia en climas secos,
como es el caso de la costa pacífica de Panamá.
Se sugiere una amplia
diversidad de bacterias y hongos como posibles antagonistas contra patógenos
como B. glumae y P. oryzae (Figura 12), los cuales están presentes en los distintos
estados fenólogicos de la planta, así como es sus distintas zonas. Es notable
la omnipresencia del género Bacillus
en toda la planta de arroz, lo que refuerza su papel como antagonista
fundamental para este cultivo. Aunque no se puede desconocer la importancia de
los géneros Penicillium, Aspergillus y Trichoderma, lo que dependiendo de las
condiciones ambientales y del manejo agronómico pueden representar una
alternativa frente al uso de agroquímicos.
CONCLUSIONES
·
Se aislaron hongos y
bacterias determinando diferencias en el total de aislamientos para las
variables fases fenológicas (vegetativa, floración, maduración), secciones de
la rizósfera (sección suelo, sección raíz, interfase suelo+raíz), secciones de
la filósfera (base, centro, ápice) y semillas (espermósfera).
·
La mayor capacidad
inhibitoria frente a B. glumae la
presentaron las cepas del género Bacillus,
así como Lactobacillus plantarum,
Brevibacillus bortelensis, Aeromonas sp.
·
Las cepas fúngicas que
mostraron actividad antagónica contra P.
oryzae, corresponden a Aspergillus
flavus, Aspergillus niger, Aspergillus sp., Penicillium sp.,
Trichoderma sp. y Fusarium sp.
REFERENCIAS
Acebo, Y., Hernández, A., Rives, N., Velásquez, M., y
Hernández-Lauzardo, A. (2011). Perspectivas
Del Uso De Bacterias Rizosféricas en el control de Pyricularia grisea (Cooke Sacc.) En el cultivo del arroz (Oryza
sativa L.). Revista
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